Помещение для содержания лабораторных животных. Правила кормления лабораторных животных

В экспери­ментальных исследованиях правильное содержание и корм­ление лабораторных животных как до, так и во время опыта имеет очень большое значение.

Нарушение режима и рациона питания, несоблюдение ги­гиенических мероприятий при кормлении способствуют ослаб­лению организма животных и повышению их восприимчиво­сти к различным инфекционным и соматическим заболевани­ям. Возникновение их в течение опыта может привести к искажению результатов исследования и, следовательно, к не­правильным заключениям. В кормовой рацион нужно вводить все необходимые для животного организма вещества (белки, углеводы, жиры минеральные вещества, витамины и вода). Из концентратов кролики и морские свинки получают пшено, овес, пшеницу, ячмень, горох, чечевицу, вику кукурузу. Суточная норма концентратов: для взрослых кроликов-80 г, для молодняка-60 г, для морских свинок-20-25 г. Желательно давать в суточной норме животным смесь семян нескольких (2-3) культур. Кроли­ков и свинок можно кормить отходами пищевой промышленности (льняной, подсолнечный и конопляный жмых, пшеничные отруби). Жмых скармли­вают в запаренном и дробленом виде, а отруби-с корнеплодами или жмыхом. Суточные нормы отходов и отрубей-15-20 г для кроликов и 5-10 г для морских свинок.

Из сочных кормов кроликам и свинкам дают хорошо вымытую и наре­занную ломтиками красную морковь (витамин А), репу, свеклу, турнепс и брюкву. Введение в рацион сочных кормов в осенне-зимний период обяза­тельно. Суточная норма корнеплодов для кро­ликов 100-120 г, для морских свинок-80-100 г. Незаменимым кормом для кроликов и свинок в летнее время является свежая трава и овощная зелень, а зимой-проращенное зерно. Из грубых кормов дают сено хорошего каче­ства, а для кроликов также древесный корм (ветки липы, березы, осины, клена, тополя). Поят животных натуральным (пастеризованным или кипя­ченым или ацидофильным) молоком и чистой нехолодной водой. Кроликам молоко необходимо не только для молодняка, но и для беременных и кормя­щих самок.

Белым мышам и крысам дают овес, пшеницу, пшено, ячмень, льняное, конопляное, подсолнечное семя. Во избежание ожирения животных семена масличных культур вводят в рацион в небольших количествах. Суточная норма концентратов: 3-5 г для мышей и 12-15 г для крыс. В корм идут также пшеничный хлеб (кислый ржаной хлеб может вызвать поносы), сухари, каши (овсяная, перловая, пшенная), молодняку-манная каша на молоке. Кроме того, в рацион входят морковь, яблоки-антоновка (последние особенно необходимы при желудочно-кишечных заболеваниях) и зеленые корма (салат, шпинат, морковная ботва).

Ковалевский рекомендует вводить в рацион крысам вареную свеклу и картофельное пюре. Суточная норма хлеба и круп для мышей 3-3,5 г, для крыс-15-20 г, сочных кормов-соответственно 0,5-1 и 2-3 г, зеле­ных кормов, вымытых кипяченой водой и нарубленных,-2-3 и 4-6 г, молоко натуральное (пастеризованное или кипяченное в течение 4-5 ми­нут) или ацидофильное-в количестве 4-5 г мышам и 6-8 г крысам (часть молока используется для приготовления каш).

Кроме того, ежедневно все животные должны получать поваренную соль: мыши-по 0,01 г, крысы-по 0,07 г (в кашу), свинки-0,1 г, кролики-по 0,5 г (в виде раствора с концентратами) и костяную муку, примерно в таких же количествах. В каждую клетку для мышей и крыс кладут кусок 1 -5 г) мела из расчета на 3-4 дня. Для обогащения кормов витаминами в осенне-зимний период дают рыбий жир, сухие облученные дрожжи, томат­ный сок, а свинкам, кроме того, сок черной смородины, настойку шипов­ника (витамин С) и т.п.

Суточная норма рыбьего жира: 0,5 г кроликам, 0,3 г свинкам, 0,2 г крысам и 0,1 г мышам (с концентратами или на хлебе). В качестве подстилки для кроликов применяют солому, торф; для мышей и крыс- мелкое сено.

Кормят и поят животных два раза, а кормящих самок-три раза в сутки, в точно установленное время. Кормушки лучше всего глиняные (из обожженной глины), достаточного веса во избежание перевертывания их животными и удобные для чистки (мойки). Кормушки ежедневно очищают и моют горячей водой. В каждой клетке должно быть по две кормушки: для концентратов и для пойла. Корма задают только свежие.

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ

В ТОКСИКОЛОГИЧЕСКОМ ЭКСПЕРИМЕНТЕ

В методических рекомендациях проанализированы возможности использования различных видов лабораторных животных в токсикологических экспериментах, представлены основные типы токсикологических исследований и способы введения химических веществ при их осуществлении; приведены варианты моделирования алкогольной интоксикации; обоснованы принципы моделирования комбинированного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности.

Методическое пособие составлено,

К.В. Шелыгиным, д.б.н.

И.А. Кирпич, доц.

В.Я. Леонтьевым, проф.

А.Г. Соловьевым.

под редакцией проф., академика РАМН П.И. Сидорова.

Рецензент: зав. кафедрой биологии и экологи человека и животных Поморского государственного университета им. Ломоносова, д.б.н., проф. В.А. Барашков

1. Моделирование острых и хронических токсических эффектов– важное направление клинической токсикологии

2. Основные лабораторные животные, используемые в токсикологических исследованиях

2.1 Грызуны

2.3. Крупные млекопитающие

3. Острые, подострые и хронические эксперименты в токсикологии

4. Способы введения токсических веществ

5. Моделирование острой и хронической алкогольной интоксикации

6. Моделирование комбинированного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности

Литература

1. МОДЕЛИРОВАНИЕ ОСТРЫХ И ХРОНИЧЕСКИХ ТОКСИЧЕСКИХ

ЭФФЕКТОВ – ВАЖНОЕ НАПРАВЛЕНИЕ КЛИНИЧЕСКОЙ ТОКСИКОЛОГИИ

Одно из основных направлений современной токсикологии напрямую связано с исследованием патологических изменений организма при острых и хронических токсических воздействиях.

Большую помощь в изучении механизмов развития морфофункциональных осложнений острой и хронической интоксикации могут оказать эксперименты на лабораторных животных, поскольку прямые исследования не всегда возможны, а порой и этически недопустимы. Разумеется, экстраполяция экспериментальных данных на патологию человека в рамках развития положений клинической токсикологии требует определенной осторожности ввиду известных особенностей протекания метаболических процессов у животных, функциональных характеристик их внутренних органов, а подчас и существенных отличий в строении организма. Тем не менее, опыты на животных позволяют проследить динамику патологических изменений в органах и составить представление о развитии патологических процессов на системном, органном, клеточном и субклеточном уровнях, что является необходимым условием для разработки эффективных методов профилактики и лечения отравлений различной этиологии.

При проведении эксперимента необходимо руководствоваться принципами гуманного отношения к животным в соответствии с Международными рекомендациями (1993), а так же с соблюдением биоэтических норм и требований Международного комитета по науке (1978).

В соответствии с диффиренцированными задачами моделирования эффектов токсического воздействия химических соединений эксперименты могут проводиться на различных лабораторных животных, наиболее распространенными видами среди которых в токсикологических исследованиях являются грызуны, птицы и крупные млекопитающие.

2. ОСНОВНЫЕ ЛАБОРАТОРНЫЕ ЖИВОТНЫЕ,

ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ В ТОКСИКОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЯХ

2.1. Грызуны.

При моделировании токсических эффектов химических веществ наиболее часто используются грызуны (мыши, крысы, морские свинки, кролики).

Белые лабораторные мыши, являющиеся альбиносами домашней серой мыши, используются для определения токсичности химических веществ, стандартизации фармакологических препаратов.

Морские свинки являются классическим объектом для изучения аллергогенности химических веществ, а так же проявлений авитаминозов. Изолированные органы этих животных применяются в фармакологических исследованиях.

Кролики в связи с особенностями протекания у них овуляторного цикла и высокой скоростью размножения удобны для выявления воздействия токсических веществ на репродуктивные функции.

Лабораторные крысы (альбиносы черной и серой крыс) являются наиболее распространенным видом экспериментальных животных для разработки моделей последствий острых и хронических интоксикации. В настоящее время выведено более 100 отдельных аутобредных стоков и инбредных линий лабораторных крыс. Наиболее часто при токсикологических исследованиях используются крысы стоков Wistar, Bio Breeding Sprague-Dawley, C57BL, CFI, C3H и др. Отдельно выделяют конвенциональных (беспородных) животных, микрофлора которых полностью или частично неизвестна.

Удобство использования крыс для исследования токсических эффектов химических и биологических препаратов объясняется простотой их содержания, возможностью размещения на сравнительно небольшой территории достаточного количества животных, небольшим весом, устойчивостью к инфекционным заболеваниям, большим приплодом, который они дают. Крыс легко фиксировать рукой; постоянная заполненность желудка пищей при обычном режиме питания позволяет вводить им интрагастрально достаточные дозы токсических агентов, не вызывая катаральных изменений слизистой. Предпочтение в токсикологических исследованиях отдается самцам, так как они не имеют гормональных колебаний, способных оказывать влияние на мембранотропное действие ядов; целесообразнее использование молодых животных, поскольку у них меньше толерантность к различным токсическим веществам.

Наиболее часто при проведении токсикологических экспериментов используются куры, утки, гуси, индейки. Отдельно выделяют птиц - свободных от специфических патогенных микроорганизмов (specific pathogen free - SPF).

Птицы являются удобной моделью для проведения исследований влияния химических веществ на метаболические процессы, поскольку они протекают более интенсивно и быстрее, чем у других животных. Однако, при проведении исследований необходимо учитывать некоторые анатомо-физиологические особенности строения организма птиц. Так, например, у последних нет потовых и сальных желез, а так же мочевого пузыря, что имеет существенное значение для определения клиренса выведения токсических агентов и их метаболитов. Состав крови и мочи птиц существенно отличается от соответствующих физиологических показателей других животных. В отличие от млекопитающих птицы имеют особенности в строении желудочно-кишечного тракта, у них по-другому протекают процессы переваривания корма. В исследованиях на птицах удовлетворительным критерием является изменение массы тела.

При исследовании влияния токсических веществ на поведенческую активность необходимо учитывать, что реактивность птиц зависит от принадлежности их к яйценоской или мясной направленности, а также от степени их продуктивности.

При недостаточном освещении птицы не подходят к кормушкам и поилкам, поэтому, если по условиям эксперимента необходимо повысить потребление корма или жидкости, которые содержат токсическое вещество, используется искусственное освещение. Содержать птиц при проведении эксперимента рекомендуется группами, поскольку в этом случае они достигают большей массы и более резистентны к инфекциям.

2.3. Крупные млекопитающие.

Проведение токсикологических исследований на крупных млекопитающих (собаках, кошках, обезьянах) обусловлено наибольшей схожестью строения и функционирования их внутренних органов и систем, а также метаболических процессов с таковыми у человека.

Обезьяны, несмотря на сложность их содержания, используются в токсикологической практике при изучении влияния химических веществ на функции центральной нервной системы.

Кошки, как объект исследования чаще всего применяются в острых токсикологических экспериментах. Кроме того, их изолированные органы задействуют в целях выявления физиологических изменений при действии химических веществ.

Одним из часто используемых в клинической токсикологии крупных млекопитающих животных являются собаки. Для проведения токсикологических экспериментов наиболее пригодными считаются беспородные короткошерстные собаки со средней массой тела 10-15 кг, поскольку чистопородные и линейные животные более прихотливы в содержании и гораздо нестойки в хронических опытах. Оптимальный возраст животных 1,5-5 лет. Известно, что основные морфофункциональные изменения у собак при проведении токсикологических исследований во многом соответствуют таковым у человека.

В условиях проведения эксперимента необходимо учитывать, что собаки являются стайными животными с развитой иерархической системой, половыми и индивидуальными различиями темперамента, поэтому рекомендуется одиночное размещение собак в отдельных боксах. Собаки достаточно легко обучаются, что можно использовать при проведении некоторых процедур, ограничивая применение средств фиксации.

Кормление животных осуществляется согласно разработанным рационам и с учетом задач эксперимента. Однако, необходимо помнить, что желудочно-кишечный тракт собак не приспособлен к перевариванию большого количества растительной пищи.

3. ОСТРЫЕ, ПОДОСТРЫЕ И ХРОНИЧЕСКИЕ ЭКСПЕРИМЕНТЫ В ТОКСИКОЛОГИИ

Выбор продолжительности эксперимента при изучении токсических свойств изучаемых веществ определяется целями исследования (таблица 1).

Острый токсикологический эксперимент используется для моделирования острой токсичности вещества, проявляющейся после его однократного или повторного введения через короткие (не более 6 часов) интервалы в течение суток. Целями изучения острой токсичности являются определение безвредных, токсических, летальных доз вещества, его способности к кумуляции, а также причин гибели животных.

Подострый эксперимент проводится для определения допустимых условий воздействия, оптимальных суточных доз, для выбора доз в хроническом эксперименте.

Исследование токсических свойств веществ в субхроническом и хроническом экспериментах осуществляется с целью установления степени их повреждающего действия при длительном введении, определения уровня обратимости вызываемых ими повреждений, а так же выявления наиболее чувствительных к токсическому действию органов и систем организма.

Таблица 1 Продолжительность и цели токсикологического эксперимента
Характер эксперимента	Продолжительность	Цели эксперимента
	Однократное введение;	Определение смертельных доз, среднего времени гибели, порога острого действия химических веществ
Подострый	2-8 недель	Определение кумуляции, аллергического действия, влияния на репродуктивную функцию химических веществ
Субхронический	13-18 недель	Определение пороговой дозы общетоксического действия при установлении ПДК веществ в воздухе
Хронический	6-12 месяцев	Определение пороговой дозы общетоксического действия при установлении ПДК веществ в воде и пище
Пожизненный	от 1 года и более	Определение пороговой дозы общетоксического действия химических веществ

4. СПОСОБЫ ВВЕДЕНИЯ ТОКСИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ

Для формирования характерных токсически обусловленных патологических изменений у животных используются добровольные, полудобровольные и принудительные способы введения токсических веществ.

На добровольный выбор животными потребляемых жидкостей или сухих кормов влияют индивидуальная чувствительность, скорость метаболизма вещества, порода, возраст, условия содержания, наличие дополнительных стрессорных факторов, концентрация раствора, наличие пищевых добавок и т.д. Данный способ не может обеспечить достаточно высоких и стабильных доз поступления токсических веществ в организм, поэтому более эффективными являются модели полудобровольного и принудительного введения.

При полудобровольном способе животные имеют возможность самостоятельно регулировать количество потребляемого вещества. К ним, в частности, относится методика предоставления раствора исследуемого вещества в качестве единственного источника жидкости.

Способы принудительного введения позволяют обеспечить массивную токсическую нагрузку, что обусловливает высокую концентрацию агента в крови и приводит к быстрому развитию патологических изменений.

При изучении токсически обусловленной патологии особое значение придается способам, характеризующимся моделированием тех концентраций токсических веществ, которые встречаются в реальных условиях. Этим параметрам, например, соответствует способ интрагастрального введения этанола, при котором средние дозы спирта, получаемые животными на протяжении эксперимента, составляют, обычно, 4-10 г/кг в сутки.

Ингаляционный метод введения веществ позволяет создавать практически любые токсические нагрузки. В то же время, принудительная продувка токсических веществ через затравочную камеру требует значительного расхода химических ингредиентов, а постоянную их концентрацию создать, практически, невозможно. Существующий способ разлива химического вещества в камере, где находятся животные, более пригоден для моделирования острых отравлений, однако, при данном способе невозможен количественный токсикологический контроль в условиях работы с несколькими веществами одновременно.

Наиболее рациональным при использовании способа ингаляционного введения, является тот, при котором для принудительной продувки через затравочную камеру используется только чистый воздух. Исследуемые вещества при этом расположены внутри камеры в небольших сосудах, площадь открытого участка которых подбирается расчетным образом. Заменяя сосуды на более узкие или широкие, можно варьировать скорость испарения химических соединений, количество которых берется с таким учетом, чтобы по окончанию затравки какое-то содержимое их осталось в сосудах. Данный способ прост в применении, обладает высокой чувствительностью, позволяет точно создавать постоянную концентрацию, значительно экономить используемые химические вещества.

Выбор концентраций и доз химического соединения решается с учетом целей эксперимента и физиологических особенностей подопытных животных. Необходимо помнить, что количество вводимых растворов ограничивается рамками физиологических возможностей, массой и возрастом животных. Так, максимальные объемы введения у крыс составляют интраназально до 0,4 мл, ректально – 1 мл, внутрикожно – 0,04 мл, подкожно – 10 мл, внутримышечно и внутрибрюшинно – до 5 мл, внутривенно – 6 мл, внутрисердечно – 1 мл, субокципитально – 0,15 мл, интрагастрально при весе тела 100-190 г – 3 мл, 200-290 г – 4-5 мл, 250-300 г – 6 мл, 300 г и более – 8 мл. Максимальные объемы веществ у собак составляют при интраназальном введении – 4 мл, подкожном – 20 мл, внутримышечном – 12 мл, внутрибрюшинном – 20 мл.

В то же время, введение веществ животным производится с учетом особенностей их анатомии, а так же формы исследуемого вещества. Например, порошкообразные - вводятся крысам перорально, путем приготовления пилюль из данного вещества и муки, хлеба или его добавления к воде или корму.

Введение растворов веществ осуществляется перорально с помощью резинового или металлического зонда, интраназально с помощью мочевого катетера, ректально. Кожное введение подразумевает предварительное удаление волосяного покрова, выполнение насечек, после чего наносят исследуемое вещество. Внутрикожные инъекции осуществляют в задней части спины или на животе, предварительно так же удалив волосяной покров. Подкожные инъекции делают на шее, спине или животе. Внутримышечно вещества вводят в заднебедренные мышцы. Внутрибрюшинные инъекции выполняют в левый нижний квадрант брюшной полости. Внутривенно вещества вводят в хвостовую вену или в дорсальную вену полового члена. Введение веществ также возможно непосредственно в сердце, либо субокципитально предварительно анестезированной крысы.

Введение токсических веществ птицам осуществляется интрагастрально при помощи зонда, внутривенно в локтевую или плечевую вену крыла, внутрибрюшинно в правый нижний квадрант брюшной полости, подкожно через кожу на животе или внутримышечно через четырехглавую мышцу бедра.

Введение исследуемых веществ собакам выполняется путем их подмешивания к корму, питьевой воде, либо принудительно, когда вещество в виде таблетки кладется на спинку языка животного. Жидкие вещества, а так же растворы вводят при помощи ложки или спринцовки, однако более удобно использовать желудочный зонд. Кроме того, введение жидких веществ возможно интраназально с помощью катетера, ректально, подкожно в области спины, бедра или затылка, внутрикожно, накожно, внутримышечно – в мышцы бедра, внутривенно – в вены голени, стопы, предплечья, внутрибрюшинно. Существуют способы субокципитального, внутримозгового и внутрисердечного введения веществ, однако, их выполнение сопряжено с техническими трудностями и подвергает повышенной угрозе жизнь животного.

Для снижения трудностей, возникающих при экспериментальном изучении токсических свойств веществ, проявляющихся в необъективности подбора доз, их вариабельности, используется метод экспериментального изучения токсичности малотоксичных соединений, путем введения доз, соответствующих максимально возможному разведению химических соединений в известных максимально вводимых объемах, .позволяет быстро подобрать максимальную вводимую дозу на кг (г) веса животного, подтвердить или опровергнуть низкую токсичность изучаемых веществ, сравнить результаты различных исследователей между собой.

5. МОДЕЛИРОВАНИЕ ОСТРОЙ И ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ

Социологические исследования, проведенные в последние десятилетия, показывают стабильно высокий уровень распространенности как злоупотребления алкоголем, так и алкоголизма и его осложнений среди различных групп населения. В то же время, при проведении эпидемиологических исследований влияние множества социальных факторов не позволяет до конца выявить искомые зависимости течения различных проявлений алкоголизма. Поэтому одним из способов исследования алкогольобусловленной патологии в клинической наркологии является моделирование проявлений острой и хронической алкогольной интоксикации на лабораторных животных.

При моделировании острой алкогольной интоксикации используются максимально переносимые дозы этанола. В этом случае исследуются патологические изменения, сопровождающие развитие острого отравления вплоть до коматозного состояния.

Моделирование хронической алкогольной интоксикации позволяет получить характерные патологические изменения, сравнимые с таковыми у человека при длительном злоупотреблении алкоголем. При применении методик с длительным введением алкоголя необходимо учитывать возрастной фактор, так как скорость элиминации этанола из организма с постарением животных замедляется.

Средние дозы этилового спирта, получаемые животными на протяжении хронического эксперимента, зависят от его задач и составляют, например, для крыс - от 4-10 г на кг веса в сутки, но иногда используются и максимально переносимые дозы – до 15 – 20 г/кг. Наиболее адекватной для моделирования характерных проявлений алкогольной висцеропатологии на крысах, являются дозы в пределах 7 г/кг/сут. 40% этанола, соответствующие, в частности, ? DL50, что обусловливает в процессе хронической интоксикации достаточно быстрое развитие типичных алкогольных поражений внутренних органов, но не сопровождается массовой гибелью животных. Продолжительность хронического эксперимента колеблется от 5 суток до 4 лет также в зависимости от целей исследования.

6. МОДЕЛИРОВАНИЕ КОМБИНИРОВАННОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ И АЛИМЕНТАРНОЙ НЕДОСТАТОЧНОСТИ

Ряд клинических синдромов алкоголизма связывается с нарушением питания (в частности, обмена витаминов и белков) и изменением нутриентного статуса организма. Это обусловлено тем, что продолжительная алкогольная интоксикация в ряде случаев сопровождается недостаточностью питания, нарушением всасывания и метаболизма незаменимых факторов питания.

Ввиду того, что этанол, помимо высокой калорийности, не представляет пищевой ценности, при систематическом употреблении алкогольных напитков структура пищевого рациона претерпевает резкий дисбаланс, при этом часто наблюдается алиментарный дефицит, подобный дефициту при голодании. Нарушение обмена белков и общая белковая недостаточность при хронической алкогольной интоксикации достаточно обоснованно расцениваются как одни из типичных для рассматриваемой патологии проявлений. Недостаток отдельных факторов белкового питания может вызвать существенные нарушения обмена витаминов, что, в свою очередь, приводит к ухудшению функциональной активности внутренних органов. Поскольку некоторые из витаминов оказывают избирательное действие на отдельные их функции, хроническая алкоголизация еще более углубляет эти нарушения. Кроме того, при одновременном дефиците витаминов и белка морфофункциональные параметры могут отличаться от соответствующих характеристик изолированных форм алиментарной недостаточности.

На основании вышеизложенных данных, нами предложена модель комплексного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности - витаминов группы В, играющих важную роль при алкогольобусловленной патологии, и белка.

Алгоритм создания модели.

Алгоритм создания экспериментальной модели хронической алкогольной интоксикации на фоне алиментарного дисбаланса включает следующие компоненты:

1.Выбор лабораторных животных и условий их содержания

2. Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

3.Оценка степени тяжести токсического воздействия.

Выбор лабораторных животных и условий их содержания

В качестве подопытных животных при моделировании длительной алкоголизации на фоне алиментарного дисбаланса при прочих равных условиях предпочтительнее использовать крыс. Выбор данного вида лабораторных животных обусловлен сравнимостью алкогольобусловленных изменений у крыс с таковыми у человека, морфофизиологическими особенностями этих животных (отсутствием отвращения к этанолу и рвотного рефлекса на его действие, постоянной заполненностью желудка пищей), простотой содержания и легкостью выполнения с ними различных процедур (фиксации, введения растворов веществ с помощью зонда и т. д.).

Животные должны содержаться в стандартных условиях вивария, иметь свободный доступ к пище и воде. Учитывая возможность поступления витаминов при копрофагии, крыс содержат в клетках с дном из крупноячеистой сетки.

Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

Для наиболее полного изучения комплексного воздействия недостаточности витаминов группы В и белка животных рекомендуется разделить на четыре рабочие группы, получающие:

I – сниженное содержание витаминов группы В

II – сниженное содержание белка

III – сниженное содержание белка и витаминов группы В

IV – контрольная – содержится на обычном рационе вивария.

Например, рацион, практически исключающий содержание витамина В6 содержит 18-20% казеина, очищенного от витаминов, 73-71% сахарозы, 4% солевой смеси, 3% подсолнечного масла с 0,2% рыбьего жира.

При проведении эксперимента, в цели которого входит моделирование недостаточности определенных витаминов, следует максимально точно обеспечивать покрытие потребностей животных в других витаминах (таблица 2).

Таблица 2 Суточные дозы витаминов, покрывающие основные потребности крыс (по Ю.М. Островскому, 1979).
	Суточная доза, мкг
Пантотенат
Пиридоксин
Витамин С
Токоферол

В связи с изменением массы тела животных рационы необходимо корректировать в соответствии с приказом МЗ РСФСР №1179 от 10. 10. 1983 «Об утверждении нормативов затрат кормов для лабораторных животных в учреждениях здравоохранения».

Моделирование недостаточности в рационе белка осуществляется путем содержания лабораторных животных на специализированных диетах, составленных по методике А.А. Покровского с соавт. (1974).

Наиболее приемлемой в условиях хронического эксперимента на крысах является экспериментальный рацион, содержание белка в котором в 4,6 раза меньше, чем при стандартном кормлении (таблица 3).

Таблица 3 Суточный рацион крыс с пониженным содержанием белка (по А.А. Покровскому, 1974)
Ингредиенты		% по калорийности
Казеин пищевой
Смесь лярда и подсолнечного масла 1:1
Крахмал маисовый

Для достижения равной калорийности между стандартным и экспериментальным рационами к последнему добавляют расчетное количество крахмала.

В каждой группе животные разделяются не менее чем на две подгруппы:

Получающие ежедневно 40 % раствор этанола через металлический желудочный зонд (из расчета 7,0 г/кг веса) .

Получающие эквиобъемное количество дистиллированной воды.

Введение раствора этанола и дистиллированной воды производится ежедневно в утренние часы до кормления.

Для изучения алкогольобусловленной патологии у крыс продолжительность эксперимента составляет от 4 до 6 недель.

Оценка степени тяжести токсического воздействия

Для адекватной оценки токсического действия химических веществ необходимо регулярное наблюдение за животными, во время которого отмечаются потребление корма и воды, изменение внешних признаков (волосяного покрова, видимых слизистых), особенности поведения. Не реже 1 раза в неделю для изучения динамики изменений производится взвешивание, исследуется функциональное состояние внутренних органов и систем, биохимические и морфологические изменения крови. Методы для оценки состояния органов и систем выбираются с учетом целей эксперимента, однако они должны быть современными и достаточно чувствительными. При проведении исследования необходимо стремиться к использованию максимально полного набора физиологических, патоморфологических, гематологических и биохимических тестов, как для интегральной оценки состояния, так и для определения степени нарушения отдельных органов и систем.

Степень выраженности патологических изменений, регистрируемых у животных, подвергающихся длительной алкогольной интоксикации на фоне алиментарного дисбаланса, определяется с помощью анализа интегральных, биохимических, гематологических и оценки патоморфологической картины. Для проведения функциональной диагностики состояния внутренних органов используются инструментальные методы – ЭЭГ, ЭКГ.

Интегральные показатели:

*изменение внешних признаков – производится 1 раз в 3 суток, перед очередным введением этанола или дистиллированной воды, путем бальной оценки изменения окраса шерсти и волосяного покрова по следующей схеме (таблица 4):

Таблица 4 Шкала изменений внешних признаков крыс
	Баллы или символы	Описание изменения
		Выпадение шерсти
		Загрязненный
		Не загрязненный

*изменение степени активности - оценивается в баллах 1 раз в 3 суток до этанольной затравки или водной нагрузки по следующей схеме (таблица 5)

*изменение массы тела животных - регистрируется путем взвешивания через каждые 7 суток эксперимента до закладки корма и этанольной затравки

*объем суточного потребления пищи и воды; экскреция веществ.

Шкала изменения активности крыс в токсикологическом эксперименте

Баллы, символы /+/	Степень активности	Описание активности
		Погибшее животное
	Кома (отсутствие активности)	Боковое положение; обездвиженность; отсутствие активных движений; мышцы расслаблены; дыхание прерывисто; реакции на болевые и тактильные раздражители, в том числе и голосовые, практически отсутствуют.
	Слабая (минимальная)	В основном – боковое положение; непроизвольные слабые активные движения; мышцы расслаблены; вялая реакция на болевые и тактильные раздражители, голосовая – слабая.
	Пассивная	Животное заторможено, активно по клетке не передвигается, но при подталкивании перемещается на несколько шагов. Положение естественное – на четырех лапах; ощущается тонус мышц. «Избегательная» защитная реакция на раздражители, голосовая реакция слабая.
	Замедленная (субнормальная)	Положение – на четырех лапах, медленные активные движения – повороты туловища и небольшие передвижения по клетке, редкие глотательные движения. Реакция на болевые и тактильные раздражители – голосовая и «избегательно-оборонительная» с попытками укусов. При фиксировании рукой за кожу в области спины - изворачивается с «уходом» от экспериментатора.
	Нормальная	Интактная крыса. Подвижна; активные движения - перемещение и «изыскание лучшего места в группе»; «настороженно-ожидательная» поза при незначительных болевых и тактильных раздражителях с избеганием, резкой голосовой и активно-оборонительными реакциями, царапающими и кусательными движениями. Хороший аппетит; частые «моющие» движения лапками.

Биохимические и гематологические показатели.

Исследуются изменения основных биохимических показателей крови и совокупности гематологических параметров, подвергающихся наибольшему влиянию хронической алкогольной интоксикации (таблица 6).

Таблица 6 Биохимические и гематологические показатели крыс в токсикологическом эксперименте
Объект исследования	Исследуемые показатели
Сыворотка крови	аспартатаминотрансфераза, аланинаминотрансфераза, креатининфосфокиназа, гамма-глутамилтрансфераза общий белок, белковые фракции креатинин мочевина
Форменные элементы крови	количество эритроцитов гематокритная величина цветной показатель количество ретикулоцитов средняя продолжительность жизни эритроцитов лейкоцитарная формула

Подготовка гистологического материала.

Гистологическому исследованию подвергаются основные «органы – мишени» хронической алкогольной интоксикации – сердце, печень, почки, головной мозг. Необходимо помнить, что качество анализа во многом зависит от подготовки материала, в частности, фиксации исследуемых объектов. Рекомендуется использование для фиксации 10 % раствора формалина или раствор Буэна. При этом предпочтение отдается раствору Буэна, поскольку в данном случае значительно лучше выявляются изменения микроструктуры органов, свойственные длительной алкогольной интоксикации, а именно:

1) в печени – четче прослеживается структурированность цитоплазмы (вакуолизация, «булыжность» - неоднородность прокрашивания цитоплазмы клеток внутри долек), особенности изменения кровенаполнения центральных вен гемокапилляров;

2) в почках – в морфологии эпителиальной выстилки канальцев отчетливее отражаются неоднородности цитоплазматических структур с особенно частым поражением апикальных частей;

3) в легких – в соединительно-тканных межальвеолярных перегородках значительно резче выявляются гипертрофированные, со светлой цитоплазмой клетки, часть которых становится полиплоидными. Чаще отмечаются изменения со стороны альвеолярного эпителия, клетки которого слущиваются в просвет альвеол;

4) в селезенке – лучше проявляется структура ретикулярных клеток, синусов красной пульпы, где отмечается большее разрушение эритроцитов.

Таким образом, применение модели алкогольобусловленной патологии на фоне алиментарного дисбаланса предполагает изучение в экспериментальных условиях наиболее широкого круга изменений внутренних органов и систем, сравнимых с таковыми у человека при злоупотреблении алкоголем. Система оценки основных интегральных, биохимических, гематологических показателей и особенностей патоморфологической картины позволяет на протяжении всего периода исследования контролировать характер и степень патологических изменений.

ЛИТЕРАТУРА

1. Берзиня Н.И. Птицы в эксперименте // Лабораторные животные. – 1995. – V. - №2. – С.99-113.

2. Регламентация экспериментов на животных – этика, законодательства, альтернативы. / Под ред. Н. А. Горбуновой. – М., 1998.

5. Мяленкова И.Ю. Лабораторная собака // Лабораторные животные. – 1994. – IV. - №4. – С.234-246

6. Нужный В.П. Методологические аспекты оценки токсичности спиртосодержащих жидкостей и алкогольных напитков // Токсикологический вестник. – 1999. - №4. – С2-10.

7. Островский Ю.М. Экспериментальная витаминология. – Минск, 1979. – 450с.

8. Покровский А.А. с соавт., О соотношении между содержанием свободных аминокислот в тканях и плазме крови при белковой недостаточности в эксперимента // Вопросы питания – 1974. - №1. – С.8-15.

9. Требования Международного комитета по науке по использованию в экспериментальных исследованиях лабораторных животных // Бюллетень ИКЛАС. – 1978. - № 24. – С. 4-5.

10. Штефель В.О. О сроках воздействия при моделировании интоксикаций в токсиколого-гигиенических исследования // Гигиена и санитария. – 1996. - №8. – С.70-72.

11. Sos J et al., Diets for animals experiments. – Budapest,1974.

РД-АПК 3.10.07.02-09

МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА
РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

Москва 2009

Разработаны: канд. с.-х. наук, ст. науч. сотр. П.Н. Виноградовым, канд. техн. наук С.С. Шевченко, О.Л. Седовым, Е.С. Гарафутдиновой, М.Ф. Малыгиным (НПЦ «Гипронисельхоз»); д-р вет. наук, проф. В.Г. Тюриным (ГНУ ВНИИВСГЭ)

ВНЕСЕНЫ: НПЦ «Гипронисельхоз».

УТВЕРЖДЕНЫ И ВВЕДЕНЫ В ДЕЙСТВИЕ: заместителем Министра сельского хозяйства Российской Федерации А.И. Беляевым 1 декабря 2009 г.

РАЗРАБОТАНЫ ВПЕРВЫЕ.

Дата введения 15.12.2009

1 Общие положения

1.1. Настоящие методические рекомендации распространяются на все научно-исследовательские организации и учебные заведения АПК России независимо от их организационно-правовой формы, использующие в своей работе лабораторных (экспериментальных, подопытных) животных.

В соответствии с Федеральным законом «О техническом регулировании » (принят Государственной Думой 15 декабря 2002 г. и одобрен Советом Федерации 18 декабря 2002 г.) до принятия соответствующих регламентов техническое регулирование в области принятия ветеринарно-санитарных мер осуществляется в соответствии с Законом Российской Федерации «О ветеринарии» (утвержден 14 мая 1993 г., № 4979-1).

1.2. Методические рекомендации распространяются как на вновь проектируемые объекты для содержания и работы с лабораторными животными - экспериментально-биологические клиники, виварии и др., так и на действующие и реконструируемые.

1.3. Объекты для содержания и работы с лабораторными животными являются научно-вспомогательными подразделениями научно-исследовательских организаций, учебных заведений и создаются для содержания и при необходимости для разведения лабораторных животных, используемых в экспериментальных работах и исследованиях. На этих объектах может проводиться также и самостоятельная разработка отдельных научных вопросов.

1.4. Изложенные в данных методических рекомендациях нормативы и требования по проектированию, строительству и эксплуатации объектов для содержания лабораторных животных направлены на обеспечение безопасности работающего с животными персонала и населения в целом от возникновения антропозаонозов и других заболеваний.

1.5. Разработка, согласование, утверждение и состав проектной документации на строительство объектов для содержания лабораторных животных осуществляются в соответствии с требованиями СНиП 11.01-2003 .

1.6. Объект для содержания лабораторных животных (далее виварий) размещается в отдельно стоящем здании (комплексе зданий) или на верхних этажах лабораторных корпусов ветеринарных государственных научных учреждений, а также на территории учебных заведений.

1.7. Виварии должны быть обеспечены водой питьевого качества, в том числе горячей, электроэнергией, оборудованы канализацией (трубы диаметром не менее 100 мм), приточной и вытяжной вентиляцией, отоплением, охранной и пожарной сигнализацией, иметь удобные подъездные пути.

1.8. Расстояние между отдельно стоящим зданием вивария и сооружениями научно-исследовательских учреждений, в состав которых входит настоящий виварий, должно быть не менее расстояния противопожарных разрывов, установленных действующими правилами пожарной безопасности в Российской Федерации.

1.9. Отдельно стоящие здания вивариев должны быть огорожены глухим забором и отделены от жилого массива санитарно-защитной зоной. Территория должна быть озеленена.

Размеры санитарно-защитной зоны определяются требованиями СаНПиН 2.2.1/2.1.1.1200-03 .

1.10. Размеры санитарно-защитной зоны для вивариев, расположенных в отдельно стоящих административных, производственных зданиях и имеющих изолированный выход, согласовываются в каждом конкретном случае с органами государственного санитарного и ветеринарного надзора.

2. Состав, взаиморасположение и нормы площади помещений вивариев

2.1. В состав каждого вивария должны быть включены помещения, запроектированные в соответствии с действующими строительными нормами и правилами с соблюдением действующих ветеринарно-санитарных требований и зоогигиенических нормативов, в том числе:

комната обслуживающего персонала с индивидуальными шкафчиками для спецодежды;

помещения для приема и карантинирования вновь поступающих в виварий животных;

изолятор;

помещения для содержания подопытных животных (отдельные для каждого вида) или (по согласованию с органами государственного ветеринарного и санитарного надзора) разделенные на секции по видам животных;

стерилизационная или бокс для работы исследователей с незараженными животными, с помещением для вскрытия животных и холодильником для временного хранения трупов;

изолированные помещения для содержания подопытных животных, зараженных культурами возбудителей особо опасных инфекций или радиоактивными веществами (раздельно) с операционной при каждом изолированном помещении, имеющей холодильник и необходимое оборудование для заражения и вскрытия животных;

кормокухня для приготовления кормов (должна быть оборудована плитой и холодильником);

дезинфекционно-моечное отделение для мойки горячей водой, дезинфекции и сушки клеток и другого инвентаря;

склад чистого (обеззараженного) запасного инвентаря: клеток, поилок и др.;

санитарный блок (душевая и туалет);

помещение, оборудованное печью для сжигания трупов животных;

общая холодильная камера для хранения трупов животных;

склад кормов;

склад подстилки;

в отдельном помещении или в отдельно расположенном здании - технический узел для кондиционеров, вентиляционных, электротехнических и других специальных установок.

2.2. В каждом виварии должно быть помещение для приема поступающих животных. В вивариях, в которых содержат мелких грызунов, перед приемным отделением устанавливается утепленный тамбур, в который въезжает и разгружается машина с прибывшими животными.

При размещении вивария на верхних этажах лабораторных корпусов приемное отделение и утепленный тамбур располагаются на первом этаже лабораторного корпуса и связываются с виварием лифтом, используемым только для подъема лабораторных животных.

2.3. Помещение приема представляет собой комнату площадью 12,5 - 18 м 2 с естественным и искусственным освещением в соответствии с требованиями .

Высота всех помещений вивария составляет 3 - 3,5 м.

2.4. Помещение карантина состоит из нескольких изолированных комнат площадью 12,5 - 18 м 2 и изолируется от помещений, в которых содержатся животные, прошедшие карантин и поступающие для проведения экспериментов.

2.5. К помещениям карантина примыкает помещение изолятора для больных животных и животных с подозрением на заболевания. Площади комнат изолятора аналогичны площадям комнат для карантина.

2.6. Помещения, предназначенные для содержания подопытных животных, могут выходить в один общий коридор или располагаться между двумя коридорами и иметь выходы в каждый из них. При однокоридорной планировке «грязные» и «чистые» службы располагают в разных концах коридора.

При двухкоридорной системе по одному коридору («чистому») поступают корма, прошедшие карантин животные, входят перед началом работы с животными сотрудники в чистой спецодежде и сменной обуви. По другому («грязному») коридору удаляют несъеденные корма и навоз, выносят трупы животных, выходят сотрудники после работы с животными.

При невозможности изоляции «грязных» и «чистых» потоков допускается использование одного и того же помещения для той или другой цели при условии, что оно будет дезинфицироваться каждый раз после прохождения по нему «грязного» потока.

2.7. Площадь помещений для содержания отдельных видов подопытных животных составляет 12,5 - 18 м 2 ; площадь помещения для содержания подопытных животных, разделенная на секции, определяется расчетом.

2.8. Площадь стерилизационной или бокса для работы исследователей с незараженными животными определяется расчетом, исходя из специфики предполагаемой работы.

2.9. Площади изолированных помещений для работы с подопытными животными, зараженными возбудителями особо опасных инфекций, и для работы с подопытными животными, зараженными радиоактивными веществами, а также площади операционных при каждом изолированном помещении определяются расчетом, исходя из условий применяемого технологического и специального оборудования для проведения необходимых манипуляций.

2.10. Общая площадь помещений, занимаемая кормокухней, дезинфекционно-моечным отделением и складом чистого запасного инвентаря, должна составлять примерно 50 % от общей площади помещений, занятых животными (в крупных вивариях этот процент может быть несколько уменьшен).

Кормокухня состоит из двух смежных помещений, предназначенных для переработки и приготовления кормов. Каждое помещение должно иметь выход в коридор.

Дезинфекционно-моечное отделение (одно или несколько) состоит из двух комнат, соединенных проходным автоклавом или проходной сухожаровой камерой.

Устройство дезинфекционно-моечного отделения должно предусматривать различную последовательность его работы:

при наличии инфицированного материала - предварительную стерилизацию инвентаря и подстилки с дальнейшей механической очисткой последнего в другом помещении;

стерилизацию после механической очистки клеток и инвентаря, когда нет опасности наличия зараженного материала.

Независимо от размещения вивария (в отдельно стоящем здании или на верхнем этаже лабораторного корпуса) в дезинфекционно-моечном отделении следует предусматривать мусоропровод для удаления грязной подстилки и механизированный подъем материалов и оборудования.

Склад чистого инвентаря и оборудования размещается рядом с дезинфекционно-моечным отделением.

2.11. Для хранения подстилки (стружки, опилки, торф и др.) выделяются два помещения: одно для простерилизованной и упакованной в используемую данным виварием тару, другое - для хранения вновь приобретенной подстилки.

2.12. При проектировании помещений вивария необходимо обеспечить максимальную изоляцию:

всех его помещений от остальных подразделений, входящих в состав научно-исследовательского учреждения;

помещений изолятора и карантина от остальных помещений вивария;

между кормокухней, помещениями для животных и дезинфекционно-моечным отделением.

2.13. В каждом конкретном случае площадь, занимаемая кормокухней, дезинфекционно-моечным отделением и складом чистого запасного инвентаря, устанавливается в зависимости от применяемого оборудования, степени механизации производственных процессов и видов корма для подопытных животных.

Размеры площадей вышеперечисленных помещений указываются в задании на проектирование.

3. Ветеринарно-санитарные и технологические требования к строительным решениям помещений вивария и инженерному оборудованию

Светильники и осветительная арматура закрытого типа должны быть доступны для влажной очистки.

3.5. Помещения вивария, в которых содержатся лабораторные животные, оборудуются принудительной приточно-вытяжной системой вентиляции, обеспечивающей кратность воздухообмена и температурно-влажностный режим в соответствии с данными, приведенными в табл. .

Вид животных	Температура, °С		Относительная влажность, %		Максимально допустимая концентрация в воздухе
	колебания	средняя	колебания	средняя	аммиака, мг/л	углекислоты по объему, %	вытяжка	приток
Мыши	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
Крысы	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
Хомяки	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
Морские свинки	15 - 18		50 - 65		0,01	0,15
Кролики	15 - 18		50 - 65		0,01	0,15
Собаки	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
Кошки	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15

3.6. Температурно-влажностный режим в других помещениях вивария должен обеспечиваться в соответствии с данными, приведенными в табл. .

Помещение	Температура в холодный и переходный период года, °С	Кратность воздухообмена (объемов в час)
		приток	вытяжка
1. Для персонала
2. Для приема животных
3. Для исследований
4. Моечное-стерилизационное		1 - 2	2 - 3
5. Для усыпления (эвтаназии)
6. Вскрывочное
7. Утилизационное		По расчету
8. Для содержания подопытных сельскохозяйственных животных	3.11. Для отвода и сбора сточных вод после мойки и дезинфекции технологического оборудования и полов следует предусматривать устройство лотков, перекрытых съемными дырчатыми плитами и трапами. Уклон лотков должен быть не менее 0,02. 3.12. При проектировании системы локальной канализации вивариев следует соблюдать следующие требования: сточные воды из помещений для сжигания трупов подлежат стерилизации в манжусах острым паром при температуре 120 °С в течение 30 мин или в пароструйной установке при температуре 110 °С в течение 10 мин; при наличии особо опасных инфекций сточные воды стерилизуют при 140° и 130 °С в течение 20 и 60 мин соответственно; производственно-бытовые стоки от мытья полов и мытья и дезинфекции технологического оборудования должны собираться в специальный приемник, а перед спуском в канализацию дезинфицироваться хлорсодержащими препаратами; ливневые стоки с территории отдельно стоящих вивариев, неблагополучных в ветеринарно-санитарном отношении, подлежат дезинфекции химическими препаратами; образующиеся механические и биологические осадки сточных вод подвергаются сжиганию. 3.13. Магистральные короба приточно-вытяжной вентиляции, электропитание, трубы водопровода и канализации должны располагаться в специальных нишах коридоров и иметь свободный доступ для проведения осмотра и ремонта. 3.14. Изолированные помещения для содержания подопытных животных, зараженных культурами возбудителей особо опасных инфекций или радиоактивными веществами, и помещение изолятора оборудуются локальными системами вентиляции с фильтрами, обеспечивающими 100 %-ную очистку и дезинфекцию выбрасываемого воздуха. Система вентиляции должна обеспечивать в этих помещениях пониженное (на 3 - 5 мм рт. ст.) давление атмосферного воздуха по отношению к другим помещениям вивария. Вентиляция в этих помещениях за счет открывания окон запрещена. 4. Оборудование вивария и условия размещения животных 4.1. Мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики размещаются в клетках, устанавливаемых на металлических стеллажах. 4.2. Настенные или другой конструкции стеллажи должны быть со съемными кронштейнами и подвижными полками, что позволяет переоборудовать их под клетки различных габаритных размеров с разными видами лабораторных животных. 4.3. Для расчета производственных площадей необходимо исходить из следующих нормативов размещения животных в клетках (табл. ). Вид животных Минимальная площадь дна клетки на одно животное, см 2 Число животных максимально допустимое в клетке на 1 м 2 площади пола помещения Мыши 65 взрослых или240 молодняка Крысы 20 взрослых или100 молодняка Хомяки 30 - 40 Морские свинки 15 - 18 Кролики 2000 3 - 4 Примечания. 1. Для примерного определения производственной площади следует исходить из расчета, что на 1 см 2 площади дна клетки должен приходиться 1 г массы животного. 2. Стеллажи размещаются в основном вдоль стен и должны занимать примерно 40 % производственной площади. 4.4. Собаки размещаются в отдельных кабинах (боксах) строго индивидуально. Размеры бокса должны соответствовать длине и росту животных. Размеры бокса для крупных собак живой массой свыше 22,5 кг - 1,2×1,8 м = 2,2 м 2 , средних массой 16 - 22,5 кг - 1,2×1,5 м = 1,8 м 2 , небольших массой 4,5 - 16 кг - 0,9×1,2 м = 1,1 м 2 . Зазор между прутьями 4,5 - 5,5 см, диаметр металлических прутьев 0,5 - 0,6 см. Боковые стенки - сплошные. На нижнюю стенку (пол) укладывают деревянные щиты. Кормление и поение - в боксе. Вольеры для выгула устраивают индивидуальные, из расчета до 2 м 2 на одно животное. Время выгула - не менее 2 раз в сутки, продолжительность - не менее 20 мин. Следует предусматривать раздельное секционное содержание самцов от самок, щенков и агрессивных животных. 4.5. На территории вивария для собак возводят специальные помещения, оборудованные кабинами. К кабинам пристраивают вольеры (выгулы). У каждой собаки должен быть свой вольер. Размеры кабины, м: длина - 2; ширина - 1,5; высота передней стенки - 2,5 и задней - 1,5 - 2; высота дверей кабины - 1,7, ширина - 0,7. Над дверью кабины устанавливают застекленную раму. Внизу двери, установленной в задней стенке кабины, являющейся передней стенкой вольера, делают лаз в вольер размерами 40×50 см, который на зиму завешивают плотной тканью для защиты от холода. Размеры вольера, м: длина - 3, ширина - 2, высота - 2,2. В его передней стенке делают дверь размерами 1,8×0,7 м. 4.6. Кошки размещаются в вольерах по пять голов, где предусматривается устройство полок (лежаков), достаточных по площади для размещения всех животных. Площадь вольера на одну кошку 0,5 м 2 . Перед входом в вольер оборудуется сетчатый тамбур. 4.7. В случае размещения в вивариях для научных целей сельскохозяйственных животных и птицы помещения для них сооружаются в соответствии с действующими нормами технологического проектирования с соблюдением зоогигиенических нормативов, изложенных в этих нормах. 5. Прием животных в виварий 5.1. Пополнение вивария животными и птицей производится из специализированных питомников, благополучных по инфекционным заболеваниям. Приобретение животных и птиц в других организациях и у частных лиц допускается при отсутствии возможности закупки их в питомниках и наличия при каждой покупке ветеринарного свидетельства о благополучии организации (хозяйства, частного лица) по инфекционным заболеваниям. 5.2. Прием животных в виварий производится при наличии ветеринарного свидетельства или сопроводительных документов из питомника. 5.3. Полученные из питомника животные размещаются в изолированных секциях сроком на три дня для адаптации к новым условиям. Последующие сроки изоляции или карантина для этих животных определяются в зависимости от условий содержания животных, характера предстоящих экспериментов, расстояния, условий перевозки и др. 5.4. Для животных, полученных не из питомников, устанавливаются следующие сроки их карантина: для мышей и крыс - 14 дней, морских свинок и кроликов - 21, собак и кошек - 30, для остальных животных и птиц - 21 день. В отдельных случаях при использовании в экспериментах беременных самок, новорожденных и молодых животных, а также в краткосрочных опытах продолжительность карантина может быть сокращена при условии размещения этих животных в изолированных помещениях и соответствующего наблюдения. 5.5. В период карантина за животными ведется ежедневное клиническое наблюдение: термометрия и регистрация общего состояния животных в специальном журнале. 5.6. В карантинных и экспериментальных секциях животные помещаются в чистые, заранее продезинфицированные (проавтоклавированные) клетки. 5.7. Уход за животными, находящимися в здании карантина, осуществляется персоналом, закрепленным за данными помещениями. 5.8. Запрещается выносить из карантинных помещений в другие помещения и секции для экспериментальных животных корма, спецодежду и инвентарь. 5.9. В течение периода карантина производится периодическая смена клеток. По окончании карантина освободившиеся клетки и инвентарь передаются в дезинфекционно-моечное отделение. Чистка и мойка клеток и другого инвентаря из карантинных секций могут производиться в общем дезинфекционно-моечном отделении вивария только после предварительного обеззараживания. Отходы также должны обеззараживаться или сжигаться. Методы дезинфекции, дезинсекции и режим автоклавирования устанавливаются в каждом конкретном случае в зависимости от специфики работы учреждения. 5.10. В период адаптации или карантина животные с подозрением на инфекционные заболевания подвергаются бактериологическому исследованию. При подтверждении инфекционного заболевания мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики всей поступившей партии уничтожаются, а в отношении собак, кошек и других животных сроки карантина продлеваются в зависимости от установленного заболевания. 5.11. Помещения карантина после каждой партии переданных на эксперимент животных и после каждого случая выявления инфекционных заболеваний подвергаются тщательной дезинфекции. 5.12. В случае возникновения массовых заболеваний среди животных, наблюдавшихся на карантине, или при обнаружении в период экспериментов отдельных случаев инфекционных заболеваний, особо опасных для лабораторных животных и человека, в виварии проводится необходимый комплекс профилактических мероприятий. В этом случае проведение опытов на животных временно прекращается. 5.13. По истечении срока карантина животные переводятся в экспериментальные секции. 6. Режим работы и основные правила содержания животных 6.1. В каждом отдельном помещении рекомендуется содержать животных только одного вида. Если по условиям эксперимента необходимо совместное содержание лабораторных животных разных видов в одной секции, то их следует размещать на разных стеллажах. 6.2. На каждой клетке (боксе, вольере и т.д.) должна быть этикетка с указанием данных о животном и сроках эксперимента. 6.3. Лабораторные животные и птицы содержатся в клетках со сплошным дном на подстилке или в клетках с сетчатым дном - полом. В качестве подстилки применяются древесные опилки, стружка или подстилочный торф. Подстилка заранее автоклавируется или выдерживается в сухожаровом шкафу (при 150 - 180 °С 15 - 20 мин). Толщина слоя подстилки в клетке 5 - 10 мм. При содержании животных в клетках с сетчатым дном подстилка насыпается в поддон (противень), находящийся под сетчатым полом. 6.4. Вся работа по уходу и содержанию лабораторных животных строится в соответствии с распорядком дня и регламентом работ, утвержденными руководителем данного учреждения. В распорядке дня предусматривается время на санитарную обработку помещения и оборудования, раздачу кормов и проведение экспериментальных работ и манипуляций. 6.5. Кормление лабораторных животных осуществляется в соответствии с существующими нормами. 6.6. Корма и полуфабрикаты хранятся в специально отведенном для этой цели помещении. Выдача кормов производится в установленном порядке. В кормокухне вивария допускается хранение не более чем двух-трехдневного запаса кормов. При кормлении животных гранулированными кормами и при наличии в клетках бункеров-кормушек разрешается авансовое получение кормов со склада на семь-десять дней. 6.7. Для хранения запаса кормов на кормокухне и в кладовой вивария оборудуются специальные лари (металлические или обитые изнутри жестью). Скоропортящиеся продукты хранятся в холодильнике. Доставка кормов со склада производится специально выделенным персоналом (рабочими, не занятыми непосредственно уходом за животными). 6.8. Распределение кормов по комнатам-секциям производится специально выделенным для этих целей рабочим или персоналом кухни в продезинфицированной посуде (таре), закрепленной за каждой секцией. Списание кормов осуществляется в установленном порядке согласно фактическому наличию животных на каждый день. 6.9. Вход в кормокухню персонала, осуществляющего уход за лабораторными животными, и посторонних лиц запрещается. 6.10. Снабжение лабораторных животных питьевой водой производится из водопровода, качество воды должно соответствовать СаНПиН 2.1.4.1074-01 . 6.11. Проращивание зерна на зеленую массу для подкормки лабораторных животных производится в специально отведенных для этих целей помещениях. Допускается скармливание животным корневой массы растений при отсутствии в ней плесени. 6.12. Раздача кормов и поение животных должны осуществляться только после окончания уборки помещения, чистки или смены клеток и выноса из секций грязного оборудования, поддонов с подстилкой и других материалов, подлежащих дезинфекции или утилизации. 6.13. Чистка клеток и уборка комнат производится с помощью инвентаря, строго закрепленного за каждой комнатой. 6.14. При периодической смене клеток животные 1 - 2 раза в неделю пересаживаются в заранее продезинфицированные клетки с подготовленной подстилкой, кормушками и поилками. Грязные клетки вместе с подстилкой, кормушками и поилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки. 6.15. Чистка клеток осуществляется ежедневно. При этом загрязненная подстилка и прочие отходы из клеток собираются в специальные металлические бачки с крышками. Бачки плотно закрываются и передаются в дезинфекционно-моечное отделение. 6.16. При использовании клеток с сетчатым дном и изолированными от клеток поддонами последние периодически (не реже одного раза в неделю) заменяются новыми. Грязные поддоны с подстилкой передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки. 6.17. При обслуживании одним рабочим нескольких видов лабораторных животных сначала обрабатываются клетки с морскими свинками, затем клетки с мышами, крысами и кроликами, в последнюю очередь - помещения, где содержатся собаки и кошки. 6.18. Мыть и дезинфицировать клетки, кормушки и поилки непосредственно в секциях запрещается. 6.19. Перед окончанием рабочего дня в секциях, производится влажная уборка пола с использованием 1 %-ного раствора хлорамина или другого дезинфицирующего вещества. Не реже одного раза в месяц проводится санитарный день, в течение которого осуществляется уборка всех помещений. Порядок проведения санитарного дня определяется заведующим виварием. 6.20. Дезинфекция, чистка и мойка клеток, кормушек, поилок и другого инвентаря производится рабочими, специально закрепленными за дезинфекционно-моечным отделением. Контроль за эффективностью чистки и обеззараживания инвентаря возлагается на ветеринарного врача вивария. 6.21. Условия сбора, хранения, вывоза (или утилизации) отходов (подстилка, навоз, остатки корма и т.д.) должны быть определены в каждом конкретном случае по согласованию с местными органами и учреждениями Роспотребнадзора. При работе с инфицированным материалом необходимо проводить обезвреживание отходов с помощью автоклавирования или обработки дезинфицирующими растворами. 6.22. В секциях с подопытными животными следует вести постоянный контроль за температурно-влажностным режимом. Для контроля качества воздушной среды в помещениях, где содержатся животные, рекомендуется периодически (2 - 3 раза в месяц) определять концентрацию вредных газов (диоксида и аммиака). 6.23. Передача животных на опыты производится по разовым требованиям согласно годовой заявке от лабораторий, утвержденной руководителем учреждения. Работа с животными разрешается только в часы, предусмотренные распорядком дня вивария. 6.24. При обнаружении в секциях больных животных последние с ведома экспериментатора уничтожаются или переводятся в изолятор. Вопрос о дальнейшем использовании заболевших животных решается в течение не более двух суток. 6.25. Трупы животных до патологоанатомического вскрытия хранятся в специальном холодильнике не более одних суток, после чего подлежат утилизации. Хранение трупов животных в клетках и иа полу в экспериментальных секциях категорически запрещается. 6.26. Патологоанатомическое вскрытие животных производится экспериментатором. В случае гибели животного вне зависимости от эксперимента на вскрытии присутствует ветеринарный врач вивария. 6.27. Каждый случай падежа или вынужденного убоя животных должен быть зафиксирован в специальном журнале. 6.28. Запрещено посещение вивария посторонними лицами без специального разрешения. Сотрудники учреждения, выполняющие работы в виварии, обязаны: соблюдать установленные правила распорядка дня и режим работы вивария; вести систематические наблюдения за своими экспериментальными животным; вести первичную документацию, своевременно заполняя этикетки на клетках с экспериментальными животными; посещать только те помещения вивария, в которых находятся животные, закрепленные за данным сотрудником; по окончании экспериментов или любой другой текущей работы с подопытными животными оставлять рабочее место в надлежащем порядке; следить за своевременным списанием вышедших из опыта, павших или вынужденно убитых экспериментальных животных; сообщать специалистам вивария о всех замеченных случаях заболеваний экспериментальных животных, а также своевременно уведомлять специалистов вивария о предполагаемых патологических состояниях животных в соответствии с условиями эксперимента. 6.29. Сотрудникам учреждения, выполняющим работу в виварии с экспериментальными животными, запрещается давать какие-либо указания рабочим по изменению режима содержания и кормления животных без согласования со специалистами вивария. 6.30. При проведении сотрудниками данного учреждения совместных исследований на животных в других учреждениях запрещается на это время работа этих сотрудников в (клинике) виварии своего института (учреждения). 6.31. Все действия, которые могут причинить лабораторным животным боль (операции, тотальное обескровливание, вживление датчиков и т.д., а также вынужденный убой животных), должны производиться с использованием наркотизирующих средств. Если по условиям эксперимента противопоказано применение анестезии, то все вышеуказанные действия необходимо проводить в максимально короткий срок. 6.32. В ходе проведения эксперимента сотрудник, проводящий этот эксперимент, должен в обязательном порядке соблюдать следующие правила гуманного обращения с лабораторными (экспериментальными) животными. В случаях, когда предполагается хирургическое вмешательство или проведение эксперимента с болевым раздражением, анестезия должна проводиться до привязывания животного к станку. Расчет количества анестезирующего вещества должен проводиться на 1 кг или 1 г массы животного. Название вещества и его количество необходимо фиксировать не только в протоколе опыта, но и специальной карте. В ходе эксперимента, когда он оказывается более длительным, чем рассчитывалось первоначально, обязательно проводится добавочное введение анестезирующих веществ. Если острый опыт должен закончиться гибелью животного, то экспериментатор обязан умертвить животное до окончания действия анестезирующего вещества. После окончания хирургического вмешательства животное должно быть перенесено в послеоперационное помещение на специальных носилках, исключающих возможность смещения тканей, расхождения швов и т.д. Экспериментатор должен предусмотреть возможность появления болевых ощущений у животного в послеоперационном периоде и назначить обезболивающие препараты. 7. Штатная численность обслуживающего персонала вивария 7.1. Штатная численность обслуживающего персонала вивария определяется в зависимости от объема и характера экспериментальных исследований, а также от количества лабораторных животных. При этом необходимо исходить из следующих норм нагрузки животных одного вида на одного рабочего по уходу (с учетом норм размещения животных в клетках). Вид животных Число животных клеток Мыши 800 - 1000 80 - 100 Крысы 600 - 700 80 - 100 Хомяки 60 - 70 Морские свинки 50 - 70 Кролики Собаки 18 - 20 18 - 20 Кошки 35 - 40 При обслуживании одним человеком животных нескольких видов расчет проводится, исходя из приведенных выше норм. В каждом конкретном случае при установлении норм нагрузки по уходу за животными на одного рабочего необходимо учитывать тип клеток, степень механизации производственных процессов, тип кормления (натуральные корма или гранулированные), периодичность, характер и особенности проводимых исследований и т.д. 7.2. При работе с радиоактивными веществами или особо опасными инфекциями, а также при содержании видов животных, не указанных в табл. , нормы обслуживания устанавливаются руководителем научного учреждения на основе хронометража отдельных операций и с учетом действующих нормативов по обслуживанию сельскохозяйственных животных. 8. Правила личной гигиены сотрудников вивария 8.1. Персонал вивария должен быть обеспечен спецодеждой, спецобувью, мылом и полотенцами в соответствии с действующими нормативами. 8.2. В комнатах с животными, кормокухне, дезинфекционно-моечном отделении необходимо иметь дезинфицирующие растворы для обеззараживания рук. 8.3. Персонал вивария обязан: перед началом работы снять верхнюю одежду, обувь, надеть спецодежду, спецобувь; по окончании работы (желательно и до начала работы) пройти обработку в санитарном блоке (принять душ или ванну); вешать домашнюю одежду и спецодежду только в разных отделениях индивидуального шкафа; периодически (но не реже одного раза в месяц) дезинфицировать свои индивидуальные шкафы; по окончании каждого отдельного этапа работы в соответствии с распорядком дня, а также перед приемом пищи обязательно мыть и дезинфицировать руки. 8.4. В производственных помещениях вивария категорически запрещается принимать пищу и курить. 8.5. Вновь принятые на работу с лабораторными животными лица должны пройти медицинское обследование, включающее в себя исследования на наличие возбудителей туберкулеза и всей группы кишечных инфекций. Последующие обследования проводятся не реже одного раза в год. Больные туберкулезом, венерическими, кожными и другими заразными заболеваниями к работе в виварии не допускаются. 8.6. При проведении на животных экспериментов с инфекционными возбудителями, опасными для людей, обслуживающий персонал вивария подвергается профилактической иммунизации.			Метод фиксации
Крупный рогатый скот	Животного укрощают путем сдавливания носовой перегородки пальцами, щипцами Гармса, Николаева, носовыми кольцами или ограничивают движения, удерживая его за рога с помощью веревки, за шею, голову и второй петли вокруг носа. Задние конечности фиксируют веревочной петлей, которую накладывают на обе конечности несколько выше скакательных суставов. При расчистке и обрезке копыт на тазовые конечности животных можно наложить закрутку на голень. Быков фиксируют с помощью носовых колец и прочного ремня-ошейника с цепью.
	Быков-производителей независимо от их нрава доставляют на обследование только на недоуздке и обязательно применяют палку-водило (карабин) длиной около 2 м, которую прицепляют за носовое кольцо, что предупреждает внезапное нападение животного на человека. Телят удерживают руками за шею, уши или с помощью шейной глухой петли со специальным узлом и привязывают веревкой к стойке.
Свиньи	Животных фиксируют в стоячем положении путем захвата верхней челюсти металлическим тросом и ручкодержателем или в станке несложной конструкции. Откормочный молодняк и подсвинков удобно удерживать щипцами, предложенными К.П. Соловьевым. При работе с хряками, старыми боровами и кормящими свиноматками, особенно фиксированными в станках, требуется осторожность.
Козы и овцы	Животных удерживают за рога или шею. В необходимых случаях фиксируют в лежачем положении на столе.
Лошади	Лошадей фиксируют так, чтобы они не могли ударить передними и задними конечностями, укусить. К лошадям следует подходить несколько сбоку, в направлении плеча и лопатки, лучше с левой стороны, поскольку лошадь привыкает к этому в процессе эксплуатации. Подходят к голове, левой рукой берут за недоуздок, уздечку или гриву, а правой - поглаживают и похлопывают по шее, холке, затем по лопатке и плечу. Если животное содержится без привязи в деннике, то его следует окликнуть, чтобы привлечь внимание к себе, подозвать, произнося ласковые слова. Необходимо, чтобы лошадь обязательно встала головой к человеку. К находящемуся в станке или на коновязи животному следует подходить не сзади, а несколько сбоку с той стороны, куда оно смотрит. При термометрии, ректальном исследовании, проведении различных лечебных манипуляций с целью обеспечения безопасности работы ветеринарного специалиста необходимо поднять грудную конечность с той стороны, с которой манипулирует специалист, или наложить путки на одну или обе задние конечности.
	Грудную конечность фиксируют, подняв за щетку или путовую часть и согнув в запястном суставе. При этом встают сбоку от животного спиной к его голове. Поднятую конечность удерживают двумя руками, а при длительных манипуляциях - с помощью путки или веревки, перекинутой через спину. Нельзя класть поднятую конечность животного на свое колено, так как у животного появляется четвертая точка опоры, что небезопасно для человека. Не следует привязывать веревку к какому-либо предмету или обматывать вокруг туловища животного, так как при неожиданном падении лошадь не сможет быстро высвободить конечность. При обследовании задних частей тела фиксируют тазовую конечность. Встав у крупа лошади лицом к хвосту, одной рукой опираются в маклок, а другой легко похлопывают по ноге сверху вниз, поднимают ее, застегивают путовый ремень или надевают веревочную петлю, которую затем пропускают между передними конечностями, обводят вокруг шеи и завязывают нестягивающейся петлей. При исследовании строптивых и для укрощения беспокойных лошадей применяют закрутки и губные клещи. Чтобы наложить закрутку, надо ввести кисть руки в петлю закрутки. Захватить верхнюю губу, оттянуть ее вперед, левой рукой переместить петлю закрутки на губу и туго закрутить. Животных можно надежно фиксировать в специальных станках. В станке лошадь рекомендуется привязывать на растяжку, а строптивому животному, чтобы оно не завалилось, под живот подвести ремни.
Верблюды	Верблюды доставляются для исследований на недоуздке. Подходить к верблюдам надо осторожно, лучше сбоку (со стороны грудных конечностей). Способы укрощения этих животных такие же, как крупного рогатого скота и лошадей. Следует учитывать специфические особенности поведения этих животных. Желательно, чтобы для фиксации верблюдов привлекался персонал, постоянно ухаживающий за ними.
Птица	Птицу фиксируют, удерживая в естественном положении за конечности и крылья, не сдавливая грудную клетку, чтобы избежать удушья. При работе с водоплавающими (гуси, утки) нужно удерживать и голову, чтобы избежать удара в глаз, а манипуляции проводить на расстоянии вытянутых рук.
Пушные звери	Зверей удерживают специальными щипцами или руками в брезентовых (с ватной подкладкой) рукавицах. Кладут на стол и держат одной рукой за шею, другой - за туловище. Ротовую полость можно раскрыть с помощью зевников конструкции В.Л. Берестова, рекомендуется использовать специальные намордники. Можно фиксировать животных в сетчатых ловушках, применять анальгезирующие или транквилизирующие средства с местно-анестезирующими веществами, а также средство для наркоза.
Собаки	При помощи хозяина на животных надевают намордник или завязывают им ротовую полость крепкой тесьмой. С этой целью на челюсти сверху накладывают тесьму, завязывают простым узлом под нижней челюстью, затем окончательно закрепляют на затылке морским узлом. При подозрении на бешенство, а также злых и беспокойных собак лучше поместить в специальную металлическую клетку, одна сторона которой передвигается и зажимает ее. Для фиксации собак в лежачем положении используют операционный стол для мелких животных, позволяющий придать им любое удобное для работы положение.
Кошки	При болезненных манипуляциях животных фиксируют в специальном матерчатом рукаве или обертывают полотенцем, оставляя свободной часть тела, подлежащую исследованию. Морду можно завязать, как собаке, а ноги зафиксировать руками, надев кожаные или резиновые перчатки.

СНиП 11.01-2003. Инструкция о порядке разработки, согласования, утверждения и состава проектной документации на строительство предприятий, зданий и сооружений.

. СаНПиН 2.2.1/2.1.1.1200-03 . Санитарно-защитные зоны и санитарная классификация предприятий, сооружений и других объектов (Новая редакция. Утверждена постановлением Главного санитарного врача РФ № 74 от 25.09.07, зарегистрирована Министерством юстиции РФ № 10995 от 25.01.08).

Питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды централизованных систем питьевого водоснабжения. Контроль качества.

Лабораторных животных разных видов и возрастов необходимо содержать в отдельных помещениях. При необходимости животных разных видов размещают в одном помещении в разных сторонах.

На каждой клетке, боксе, вольере вешают таблички, где записывают данные о животном и вид эксперимента.

Лабораторных животных содержат в клетках со сплошным дном или с поддонами. Подстилку: опилки, стружки, торф, солому - предварительно обеззараживают автоклавированием или в сушильном шкафу при температуре 160-200 0 С в течение 10-15 мин. При необходимости подстилку сжигают.

Клетки чистят ежедневно. Отходы и мусор из клеток, подстилку складывают в специальный железный бочок с плотно закрывающейся металлической крышкой. После заполнения бачки передают в дезинфекционно-моечные отделения для обеззараживания. Чистку, мойку обеззараживание клеток проводят в специальных помещениях. Трупы для вскрытия хранят в холодильнике не менее 1 суток.

Падеж или вынужденный убой животных регистрируется в специальном журнале.

В конце рабочего дня во всех помещениях (секциях) вивария проводят влажную уборку пола с применением дезинфицирующих веществ (1%-ые растворы хлорамина, едкого натрия и др.).

Существует три системы содержания и разведения лабораторных животных: открытая, закрытая и изолированная.

Закрытая система - при ней лабораторных животных содержат в хорошо освещенных специальных помещениях, где поддерживается стабильный автоматически регулируемый микроклимат и создаются условия, препятствующие возникновению инфекционных болезней.

Изолированную систему - применяют для выращивания линейных и стерильных (безмикробных) лабораторных животных (гнотобионтов).

В питомниках и вивариях животных разного пола, как правило, содержат отдельно. Для случки подсаживают самок к самцам, а не наоборот, так как самцы при помещении в другое помещение (клетку) становятся боязливыми и их внимание отвлекается от самки. После случки самку снова возвращают на прежнее место. При необходимости случку повторяют.

За оплодотворенными самками необходимо тщательно ухаживать, хорошо кормить, особенно к концу плодоношения. За несколько дней до появления потомства для самок готовят отдельную клетку. Клетка должна быть предварительно очищена и продезинфицирована, иметь достаточное количество сухой и мягкой подстилки.

Кроликов, морских свинок, крыс, мышей и др. мелких грызунов размещают по видам и возрасту в клетках. Если кролики содержаться на улице, то лучше строить двухъярусные секции, по нескольку секций в ряд, под одной общей водонепроницаемой двух - или односкатной крышей. Пол в клетках оборудуют реечный или сетчатый. В одной стороне клетки устраивают и кормушку и поилку. Для кроликов приняты следующие размеры клеток в см: длина 120-130, ширина 60-70, высота передней стенки 80-90, высота задней стенки 50-55. При содержании кроликов в помещении клетки лучше изготавливать металлические с двойным полом, между которым вставляют поддон. Размеры такой клетки (см): длина 70, ширина 45, высота 50. Двери изготавливают из проволочной сетки с ячейками размером 2-3 см.

Взрослых кроликов размещают по одному в клетке, молодняк до 3 мес. возраста по 3-5 голов. Крольчат в выгулах или в клетках содержат по 10-15 голов из расчёта 0,2-0,4 м 2 на крольчонка. Их необходимо сортировать и содержать по полу. В клетках оборудуют сетчатый пол на высоте 60-70 см от пола помещения и на расстоянии не менее 45-50 см от стен.

Для морских свинок используют двухъярусные клетки с закрытым верхом, непроницаемым для влаги. Примерные размеры одной клетки (см): длина 65 см, ширина 55, высота 40.

Клетки для мышей и крыс обычно металлические, с выдвижными металлическими противнями. Остов клеток изготавливают из углового железа, бока - из металлической сетки. Размеры такой клетки в см: длина 50, ширина 40, высота 30. Клетки ставят в 2 или 3 яруса на стеллажах из углового железа. Первый ярус должен приподниматься от пола на высоту 50 см.

Собак размещают индивидуально в отдельных боксах (кабинах) размером примерно 1,5 м 2 .

Кошек размещают в вольерах по 5 голов. Там же предусматривают устройство полок-лежаков. Площадь на одну кошку 0,5 м 2 . Перед входом в вольер оборудуют сетчатый тамбур.

4.3. Полученные из специализированного питомника (расположенного в том же городе, районе) животные размещаются сроком на три дня для адаптации к новым условиям. Последующие сроки изоляции или карантина для этих животных, а также для животных, полученных из питомника в других городах, определяются в зависимости от условий содержания животных, характера предстоящих экспериментов, расстояния и условий перевозки и др.

4.4. Для животных, полученных не из специализированных питомников, устанавливается следующий срок их карантирования:

Для мышей и крыс - 14 дней;

Для морских свинок и кроликов - 21 день;

Для собак и кошек - 30 дней;

Для остальных животных и птиц - 21 день.

В отдельных случаях для использования в экспериментах беременных свинок, новорожденных и молодых животных, а также в краткосрочных опытах срок карантирования может быть сокращен при условии размещения этих животных в изолированных помещениях и соответствующего наблюдения.

4.5. В период карантина за животными ведется ежедневное клиническое наблюдение, термометрия и регистрация общего состояния животных в специальном журнале по форме согласно Приложению N 5.

4.6. В карантинных и экспериментальных секциях животные помещаются в чистые, заранее продезинфицированные (проавтоклавированные) клетки.

4.7. Уход за животными, находящимися в карантине, осуществляется персоналом, закрепленным за данными помещениями.

4.8. Запрещается выносить из карантинных помещений в другие помещения и секции для экспериментальных животных корм, спецодежду и инвентарь.

4.9. В течение периода карантина производится периодическая смена клеток (ванночек). По окончании карантина освободившиеся клетки и инвентарь передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

Чистка и мойка клеток и др. инвентаря из карантинных секций может производиться в общем дезинфекционно-моечном отделении вивария только после предварительного обеззараживания. Отходы также должны обеззараживаться, сжигаться. Методы дезинфекции, дезинсекции, режим автоклавирования устанавливаются в каждом конкретном случае в зависимости от специфики работы учреждения.

4.10. В период адаптации или карантина животное с подозрением на инфекционные заболевания подвергаются бактериологическому исследованию. При подтверждении инфекционного заболевания мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики всей поступившей партией уничтожаются, а в отношении собак, кошек и др. домашних животных сроки карантина продлеваются в зависимости от установленного заболевания.

4.11. Помещения карантина после каждой партии переданных на эксперимент животных и после каждого случая выявления инфекционных заболеваний подвергаются тщательной дезинфекции.

4.12. В случае возникновения массовых заболеваний среди животных, находившихся в карантине, или при обнаружении в период экспериментов отдельных случаев инфекционных заболеваний, особо опасных для лабораторных животных и человека, в виварии проводится необходимый комплекс профилактических мероприятий. В этом случае проведение опытов на животных временно прекращается.

4.13. По истечении срока карантина животные передаются в экспериментальные секции.

V. Режим работы и основные правила содержания

лабораторных животных

5.1. В каждом отдельном помещении рекомендуется содержать животных только одного вида. Если по условиям эксперимента необходимо совместное содержание лабораторных животных разных видов в одной секции, то следует размещать их на разных стеллажах.

5.2. На каждой клетке (боксе, вольере и т.д.) должна быть этикетка с указанием данных о животном и сроках эксперимента (образец этикетки указан в Приложении N 6).

5.3. Лабораторные животные и птицы содержатся в клетках со сплошным дном на подстилке или в клетках с сетчатым дном - полом. В качестве подстилки применяются древесные опилки, стружка или подстилочный торф. Подстилка заранее автоклавируется или выдерживается в сухожаровом шкафу (при Т 150 - 180 град. C 15 - 20 минут). Толщина слоя подстилки в клетке - 5 - 10 мм. При содержании животных в клетках с сетчатым дном подстилка посыпается в поддон (противень).

5.4. Вся работа по уходу и содержанию лабораторных животных строится в соответствии с распорядком дня и регламентом работ, утвержденными руководителем данного учреждения. В распорядке дня предусматривается время на санитарную обработку помещения и оборудования, раздачу кормов и проведение экспериментальных работ и манипуляций.

5.5. Кормление лабораторных животных осуществляется в соответствии с нормами, утвержденными Приказом Министра здравоохранения СССР от 10 марта 1966 г. N 163.

5.6. Корма и полуфабрикаты хранятся в специально отведенном для этой цели помещении (складе). Выдача кормов производится в установленном порядке.

В кормокухне вивария допускается хранение не более чем 2 - 3-дневного запаса кормов. При кормлении животных гранулированными кормами и при наличии в клетках бункерных кормушек разрешается авансовое получение кормов со складов на 7 - 10 дней.

5.7. Для хранения запаса кормов на кормокухне и в кладовой вивария оборудуются специальные лари (металлические или обитые изнутри жестью). Скоропортящиеся продукты хранятся в холодильнике. Доставка кормов со складов производится специально выделенным персоналом (рабочими, не занятыми непосредственно уходом за животными).

5.8. Распределение кормов по комнатам-секциям производится специально выделенным для этих целей рабочим или персоналом кухни в продезинфицированной посуде (таре), закрепленной за каждой секцией. Списание кормов производится в установленном порядке согласно фактическому наличию животных на каждый день с представлением в бухгалтерию учреждения актов от лабораторий на вышедших из опыта или вынужденно убитых животных.

5.9. Вход в кормокухню персонала, осуществляющего уход за лабораторными животными, и посторонних лиц запрещается.

5.10. Снабжение лабораторных животных питьевой водой производится из водопровода, качество воды должно соответствовать ГОСТу "Вода питьевая".

5.11. Проращивание зерна на зеленую массу для подкормки лабораторных животных производится в специально отведенных для этой цели помещениях. Допускается скармливание животным корневой массы растений при отсутствии в ней плесени.

5.12. Раздача кормов и поение животных должны осуществляться только после окончания уборки помещения, чистки или смены клеток и выноса из секций грязного оборудования, поддонов с подстилкой и др. материалов, подлежащих дезинфекции или утилизации.

5.13. Чистка клеток и уборка комнат производится с помощью инвентаря, строго закрепленного за каждой комнатой.

5.14. При периодической смене клеток животные 1 - 2 раза в неделю пересаживаются в заранее продезинфицированные клетки с подготовленной кормушкой, поилками и подстилкой. Грязные клетки вместе с подстилками, кормушками и поилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

5.15. Чистка клеток осуществляется ежедневно. При этом загрязненная подстилка и прочие отходы из клеток собираются в специальные металлические бачки с крышками. Бачки с крышками плотно закрываются и передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

5.16. При использовании клеток с сетчатым дном и изолированными от клеток поддонами последние периодически (не реже одного раза в неделю) заменяются новыми. Грязные поддоны с подстилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

5.17. При обслуживании одним рабочим нескольких видов лабораторных животных вначале обрабатываются клетки с морскими свинками, затем клетки с мышами, крысами и кроликами. В последнюю очередь обрабатываются помещения, где содержатся собаки и кошки.

5.18. Мыть и дезинфицировать клетки, кормушки, поилки непосредственно в секциях запрещается.

5.19. Перед окончанием рабочего дня в секциях производится влажная уборка с использованием 1% раствора хлорамина или др. дезинфицирующего вещества. Не реже одного раза в месяц производится санитарный день, в течение которого производится уборка всех помещений. Порядок проведения санитарного дня определяется заведующим клиникой (виварием).

5.20. Дезинфекция, чистка и мойка клеток, кормушек, поилок и др. инвентаря производится рабочими, специально закрепленными за дезинфекционно-моечным отделением. Контроль за эффективностью чистки и обеззараживания инвентаря возлагается на ветеринарного врача вивария.

5.21. Условия сбора, хранения, вывоза (или утилизации) отходов (подстилки, навоза, остатков кормов и т.д.) должны быть определены в каждом конкретном случае по согласованию с местными органами и учреждениями санитарно-эпидемиологической службы. При работе с инфицированным материалом необходимо производить обезвреживание отходов с помощью автоклавирования или обработки дезинфицирующими растворами.

5.22. В секциях с лабораторными животными необходимо установить постоянный контроль за температурно-влажностным режимом. Для контроля качества воздушной среды в помещениях, где содержатся животные, рекомендуется периодически (2 - 3 раза в месяц) определять концентрацию вредных газов (углекислого и аммиака).

5.23. Передача животных на опыты производится по разовым требованиям согласно годовой заявке от лабораторий, утвержденной руководителем учреждения. Работа с животными разрешается только в часы, предусмотренные распорядком дня вивария.

5.24. При обнаружении в секциях больных животных последние с ведома экспериментатора уничтожаются или переводятся в изолятор. Вопрос о дальнейшем использовании заболевших животных решается в течение не более 2-х суток.

5.25. Трупы животных до патологоанатомического вскрытия хранятся в специальном холодильнике диагностического кабинета не более одних суток, после чего подлежат утилизации. Хранение трупов животных в клетках и на полу в экспериментальных секциях категорически запрещается.

5.26. Патологоанатомическое вскрытие животных производится экспериментатором. В случае гибели животного вне зависимости от эксперимента на вскрытии присутствует представитель клиники (вивария).

5.27. Каждый случай падежа или вынужденного убоя животного должен быть зафиксирован в специальном журнале по форме согласно Приложению N 7.

5.28. Запрещено посещение клиники (вивария) посторонними лицами без специального разрешения. Сотрудники учреждения, выполняющие работу в клинике (виварии), обязаны:

А) соблюдать установленные правила распорядка дня и режим работы;

Б) вести систематическое наблюдение за своими экспериментальными животными;

В) вести первичную документацию, своевременно заполняя этикетки на клетках с экспериментальными животными;

Г) посещать только те помещения вивария, в которых находятся животные, закрепленные за данным сотрудником;

Д) по окончании экспериментов или любой др. текущей работы с лабораторными животными оставлять рабочее место в надлежащем порядке;

Е) следить за своевременным списанием вышедших из опыта или вынужденно убитых экспериментальных животных;

Ж) сообщать специалистам клиники (вивария) о всех замеченных случаях заболеваний среди экспериментальных животных, а также своевременно уведомлять специалистов вивария о предполагаемых патологических состояниях животных в соответствии с условиями эксперимента.

5.29. Сотрудникам учреждения, выполняющим работу в виварии с экспериментальными животными, запрещается давать какие-либо указания рабочим по изменению режима содержания и кормления животных без согласования со специалистами вивария.

5.30. При проведении совместных исследований на животных в других учреждениях сотрудникам лабораторий запрещается на это время работа в клинике (виварии) своего института (учреждения).

5.31. Все действия, которые могут причинить лабораторным животным боль (операции, тотальное обескровливание, вживание датчиков и пр., а также вынужденный убой животных), должны производиться с использованием наркотизирующих средств. Если по условиям эксперимента противопоказано применение анестезии, то все вышеуказанные действия необходимо проводить в максимально короткий срок, руководствуясь Правилами гуманного обращения с лабораторными животными (Приложение N 8).

VI. Правила личной гигиены

6.1. Весь персонал вивария должен быть обеспечен спецодеждой, спецобувью, мылом и полотенцами в соответствии с действующими правилами и нормативами.

6.2. В комнатах с животными, кормокухне, дезинфекционно-моечном отделении, операционной и диагностическом кабинете необходимо иметь дезинфицирующие растворы для обеззараживания рук.

6.3. Персонал вивария обязан:

А) приходя на работу снимать верхнюю одежду и обувь и надевать спецодежду, спецобувь;

Б) по окончании работы (желательно и до начала работы) пройти обработку в санитарном блоке (принять душ или ванну);

В) вешать домашнюю одежду и спецодежду обязательно в разных отделениях индивидуального шкафа;

Г) периодически (но не реже одного раза в месяц) дезинфицировать свои индивидуальные шкафы;

Д) по окончании каждого отдельного этапа работы в соответствии с распорядком дня, а также перед приемом пищи обязательно мыть и дезинфицировать руки.

6.4. Во всех производственных помещениях клиники (вивария) категорически запрещается принимать пищу и курить.

6.5. Все принимаемые на работу с лабораторными животными лица должны пройти медицинское обследование, включающее исследование на бациллоносительство возбудителей туберкулеза и всей группы кишечных инфекций. Последующие обследования проводятся не реже одного раза в год. Больные туберкулезом, венерическими заболеваниями, кожными и др. заразными заболеваниями к работе в виварии не допускаются.

6.6. При проведении на животных экспериментов с инфекционными возбудителями, опасными для людей, обслуживающий персонал вивария подвергается профилактической иммунизации.

6.7. Для всех вновь принимаемых на работу в виварий сотрудников проводится инструктаж по вопросам охраны труда и техники безопасности, правилам внутреннего распорядка в зависимости от выполняемой работы. Ответственность за проведение инструктажа возлагается на заведующего виварием. Допуск к работе без инструктажа запрещается. В дальнейшем не реже одного раза в год проводится повторный инструктаж. Результаты проведения инструктажа регистрируются в специальном журнале по форме, установленной приложением N 5 к Приказу Министра здравоохранения СССР от 20 июня 1968 г. N 494.

 

Возможно, будет полезно почитать:

• Патриарх кирилл запретил актеру и священнику ивану охлобыстину служить в церкви Охлобыстин церковный сан ;
• Иван охлобыстин - биография, информация, личная жизнь Почему охлобыстин ушел из священников ;
• Ужин для ребенка 4 лет рецепты меню ;
• Принципы функционирования бюджетной системы РФ ;
• Особенности размещения населения на территории земли Население земли размещается равномерно средняя плотность населения ;
• Тонька-пулеметчица — cтрашная судьба страшного человека Фильм палач тонька пулеметчица реальная история ;
• Как поздравить начальницу с юбилеем? ;
• Российские студенты выиграли чемпионат мира по программированию Вот они, герои ;